پایان نامه بررسی عفونت ریوی مایکوپلاسمایی ناشی از مایکوپلاسما مایکوئیدس واریته مایکوئیدس و مایکوپلاسما کاپری کولوم واریته کاپری کولوم در گوساله‌ها و بزهای کشتارشده به روش PCR مربوطه  به صورت فایل ورد  word و قابل ویرایش می باشد و دارای ۱۷۹  صفحه است . بلافاصله بعد از پرداخت و خرید لینک دانلود پایان نامه بررسی عفونت ریوی مایکوپلاسمایی ناشی از مایکوپلاسما مایکوئیدس واریته مایکوئیدس و مایکوپلاسما کاپری کولوم واریته کاپری کولوم در گوساله‌ها و بزهای کشتارشده به روش PCR نمایش داده می شود، علاوه بر آن لینک مقاله مربوطه به ایمیل شما نیز ارسال می گردد

 فهرست

الف- مقدمه      ۱
ب-چکیده      ۳
فصل اول:کلیات    ۵
۱- تاریخچه       ۶
۲- خصوصیات کلی مایکوپلاسما   ۶
۳- مقاومت مایکوپلاسماها    ۸
۴- طبقه بندی مایکوپلاسماها    ۹
۵- طبقه بندی کلاستر مایکوئیدس   ۱۲
۶- فیلوژنی      ۱۴
۷- ساختمان     ۱۵
۱-۷-ساختمان مایکوپلاسما مایکوئیدس       ۱۵
۲-۷- ساختمان مایکوپلاسما کاپری کولوم    ۱۷
۸- بیولوژی مولکولی   ۱۹
۹- توالی‌های تکراری   ۲۳
۱۰- پروتئینهای سطحی   ۲۵
۱۱- فاکتور حدت   ۳۰
۱۲- آنالیز پروتئین     ۳۲
۱۳- طبقه بندی سویه‌ها    ۳۴
۱۴- مشخصات گونه مایکوئیدس   ۳۵
۱۵- کشت و رشد گونه مایکوئیدس    ۳۸
۱۶- کشت و رشد گونه کاپری کولوم    ۴۱
۱-۱۶- محیط Thiacourt     ۴۱
۱۷- بیماری پلوروپنومونی واگیر گاوان   ۴۴
۱-۱۷- علائم بالینی    ۴۵
۲-۱۷- علائم کالبدگشایی بیماری    ۴۷
۳-۱۷- پاتوژنز    ۵۰
۱-۳-۱۷- مکانیسمهای مقابله با دستگاه ایمنی   ۵۳
۴-۱۷- اختصاصیت میزبان   ۵۷
۵-۱۷- انتقال بیماری     ۵۸
۶-۱۷- سیر همه گیری    ۵۹
۱-۶-۱۷- مخزن   ۵۹
۲-۶-۱۷- راه انتقال    ۵۹
۷-۱۷- پیشگیری و کنترل   ۶۰
۱-۷-۱۷- اقدامات لازم برای حفاظت مناطق عاری از بیماری   ۶۱
۲-۷-۱۷- اقدامات لازم هنگام شیوع بیماری   ۶۲
۳-۷-۱۷- اقدامات لازم در مناطق آلوده بومی   ۶۳
۱۸- بیماری پلوروپنومونی واگیر بزان    ۶۳
۱-۱۸- علائم بالینی    ۶۴
۲-۱۸- علائم کالبد گشایی   ۶۶
۱۹- گونه مایکوپلاسما کاپریکولوم کاپریکولوم   ۶۹
۱-۱۹- سندروم MASKePs   ۷۰
۲-۱۹- علائم بالینی   ۷۱
۳-۱۹- علائم کالبد گشایی   ۷۱
۴-۱۹- سندروم آگالاکتیه واگیر   ۷۳
۲۰- گونه مایکوپلاسما کاپری    ۷۳
۱-۲۰- بیماریزایی    ۷۳
۲-۲۰- علائم کالبد گشایی   ۷۴
۲۱- سیر همه‌گیری     ۷۵
۱-۲۱-مخزن        ۷۵
۲-۲۱-راه انتقال        ۷۶
۳-۲۱-جمعیت میزبان     ۷۷
۲۲-پیشگیری وکنترل         ۷۷
۱-۲۲- اقدامات لازم برای محافظت مناطق عاری از بیماری        ۷۷
۲-۲۲- اقدامات لازم هنگام شیوع بیماری     ۷۸
۳-۲۲- اقدامات لازم در مناطق آلوده بومی     ۷۸
۲۳-واکسن        ۷۹
۱-۲۳-واکسن MmmLC         ۷۹
۲-۲۳-واکسن Mccp      ۷۹
۳-۲۳-واکسن Mcc      ۷۹ ۷۹-اختصاصیت میزبان در کلاستر مایکوئیدس  ………………         ۸۰
۲۵-تشخیص افتراقی    ۸۰
۱-۲۵-شناسایی عامل بیماری زا          ۸۱
۱-۱-۲۵-بررسی میکروسکوپیک اگزودای ریه از طریق تهیه اسمیر یا برش بافتی    ۸۱
۲-۲۵- تشخیص آزمایشگاهی     ۸۱
۱-۲-۲۵- روش کشت و جداسازی    ۸۱
۱-۱-۲-۲۵- انتخاب نمونه ها        ۸۲
۲-۱-۲-۲۵- آماده سازی نمونه ها        ۸۲
۳-۲۵- تستهای بیوشیمی    ۸۳
۴-۲۵- روشهای سرولوژی    ۸۵
۱-۴-۲۵- عوامل موثر در آزمایشات سرولوژی           ۸۵
۲-۴-۲۵- تست مهاری رشد         ۸۷
۳-۴-۲۵- تست ایمونو فلورسانس        ۸۸
۴-۴-۲۵- تست رسوب ژلی       ۸۸
۵-۴-۲۵- تست فیکساسیون کامپلمان        ۸۹
۶-۴-۲۵- تست ممانعت از هماگلوتیناسیون        ۸۹
۷-۴-۲۵- تست آگلوتیناسیون لاتکس    ۹۰
۸-۴-۲۵- تست الیزای رقابتی    ۹۱
۹-۴-۲۵- سایر تستهای تشخیصی    ۹۴
۵-۲۵ – مشکلات روشهای سنتی    ۹۴
۶-۲۵- تشخیص با استفاده از PCR    ۹۵
فصل دوم: روش کار
۲۶- روش کار    ۱۰۱
۱-۲۶- جمع آوری نمونه       ۱۰۱
۱-۱-۲۶- مواد لازم      ۱۰۱
۲-۱-۲۶- بخش جمع آوری نمونه   ۱۰۱
۳-۱-۲۶- نمونه برداری    ۱۰۳
۲-۲۶- کشت و جداسازی نمونه ها   ۱۰۴
۱-۲-۲۶- مواد لازم    ۱۰۴
۲-۲-۲۶- طرز تهیه محیط کشت اختصاصی برای جداسازی مایکوپلاسمای نشخوار کنندگان       ۱۰۶
۱-۲-۲-۲۶- مواد لازم    ۱۰۶
۲-۲-۲-۲۶- روش تهیه محیط کشت      ۱۰۷
۳-۲۶- استخراج DNA مایکوپلاسما   ۱۰۹
۱-۳-۲۶- روش استخراج DNA از نمونه های ارسالی      ۱۰۹
۴-۲۶- فرایند PCR    ۱۱۰
۱-۴-۲۶- مواد لازم    ۱۱۰
۲-۴-۲۶- آماده سازی مواد جهت واکنش PCR       ۱۱۲
۱-۲-۴-۲۶- افزوده سازی DNA نمونه‌ها    ۱۱۲
۲-۲-۴-۲۶- افزوده سازی DNA کلونیهای جدا شده   ۱۱۵
۳-۲-۴-۲۶- تهیه مخلوط اصلی اولیه   ۱۱۵
۳-۴-۲۶- پرایمرها   ۱۱۵
۴-۲۶- واکنش PCR   ۱۱۷
۵-۲۶- تهیه ژل الکتروفورز    ۱۱۸
۱-۵-۲۶- طرز تهیه محلول اتیدیوم برماید       ۱۱۹
۶-۲۶- الکتروفورز       ۱۲۱
۷-۲۶- رویت باندهای ایجاد شده    ۱۲۲
فصل سوم: نتایج
۲۷- نتایج       ۱۲۴
۱-۲۷- جداسازی   ۱۲۴
۱-۱-۲۷- بررسی عملکرد محیط کشت   ۱۲۴
۲-۱-۲۷- نتایج کشت نمونه های ارسالی    ۱۲۴
۱-۲-۱-۲۷- نتایج روز پنجم     ۱۲۵
۲-۲-۱-۲۷- نتایج روزهفتم تا دهم   ۱۲۵
۳-۲-۱-۲۷- نتایج روزپانزدهم   ۱۲۶
۲-۲۷- نتایج  PCR        ۱۲۶
۱-۲-۲۷- نتایج  PCR نمونه ها با پرایمر جنس    ۱۲۶
۲-۲-۲۷- تائید کلونی های جدا شده   ۱۲۷
۳-۲-۲۷- نتایج  PCR نمونه ها با پرایمر کلاستر مایکوئیدس   ۱۲۷
۴-۲-۲۷- نتایج  PCR نمونه ها با پرایمر گونه آگالاکتیه   ۱۲۸
۵-۲-۲۷- نتایج  PCR نمونه ها با پرایمر گونه مایکوئیدس کلونی بزرگ      ۱۲۹
۳-۲۷- نتایج کالبد گشایی   ۱۳۰
۱-۳-۲۷- معیار انتخاب    ۱۳۰
فصل چهارم: بررسی نتایج
نمودارها      ۱۳۱
فصل پنجم: بحث
۲۸- بحث       ۱۳۹
۱-۲۸- ضایعات کالبد گشایی      ۱۳۹
۲-۲۸- میزان وقوع عفونت تنفسی مایکوپلاسما    ۱۴۱
۳-۲۸- روش کشت   ۱۴۲
۴-۲۸- روش  PCR     ۱۴۷
۵-۲۸- فراوانی گونه ها    ۱۵۲
۲۹- خلاصه انگلیسی   ۱۵۹
۳۰- منابع       ۱۶۰

Refrences:

Abdo E M, Nicolet J, Frey J. (2000). Antigenic and genetic characterization of LPPQ from Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony.Clin Diag Lab Immun.7:4, 588-593.

Adehan R K, Ajuwape A T P, Adetosoye A I, Alaka O O. (2007). Biochemical and serological identificatrion of Mycoplsma isolated from pneumonic lungs of cattle. Philipine J Vet Med. 44:1, 8-13.

Alberti A, Robino P, Chessa B, Rosati  S, Filippa Addis M, Mercier P, Mannelli A, Cubeddu T, Profiti M, Bandino E, Thiery  R, Pittau M. (2007). Characteriterization of Mycoplasma capricolum capricolum P650 surface lipoprotein and its evaluation in a recombinant ELISA. Vet Mic.In Press.

Amanfu W, Sediadie S, Masupu K V, Raborokgwe MV, Benkirane A, Geiger R, Thiaucourt F. (2000). Comparison between c-ELISA and CFT in detecting antibodies to Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony in cattle affected by Contagious Bovine Pleuropneumonia in Botswana. Annals of the New York Academy of Sciences. 916: 364-369.

Arif A, Schulz J. (2007). Contagious Caprine Pleuro Pneumonia outbreak in captive wild ungurates at AlWabra Wildlife preservation. state of Qatar. J of Zoo and Wildlife Med. 38:1, 93-96.
Ayling R D, Nicholas R A J. (2005). Treatment of mycoplasmosis infections. Proceedings of the 38^th annual convention, American Association of Bovine Practitioners, USA. 2005: 6-10.

Barbosa V P, Nascimento E R, Danelli M, Nascimento M, Santos M A J, Lignon G B, Ribeiro V R. (2000). Differentiation of Mycoplasma mycoides types causing mycoplasmosis in goats.Revista Brasilia de Veterinaria. ۷:۱, ۳۳-۳۶٫

Bashiruddin J B, Santini F G, Santis P, Visaggio M C, Francesco G, D’Angelo A, Nicholas R A J. (1999). Detection of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony in tissues from an outbreak of Contagious Bovine Pleuro Pneumonia by culture, IHC and PCR.Vet Rec. 145: 10, 271-274.

Bascunana C R, Mattsson J G, Bolske G, Johansson K E. (1994). Characterization of the 16s rRNA genes from Mycoplasma. spp strain F38 and development of an identification system based on PCR. J of Bac. ۲۷۶:۹, ۲۵۷۷-۲۵۸۶٫

Bellini S, Giovannini A, Francesco C, Tittarelli M, Caporale V. (1998). Sensitivity and specificity of serological and bacteriological tests for Contagious Bovine Pleuro Pneumonia. Rev Sci et Tech- Office International des Epizooties. 17: 3, 654-659.

Bolske G, Mattson J, Bascunana C, Bergstrom K, Wesonga H, Johansson K. (1996). Diagnosis of Contagious Caprine Pleuro Pneumonia by detection and identification of Mycoplasma capricolum capripneumonia by PCR and REA. J Clin Mic. 34:4, 785-791.

Byeong Y J. (2004). Rapid identification of bacterial pathogens related with bovine respiratory disease by using PCR. Korean J of Vet Res. 44:3,399-405

Clark T. (2005). Pathogenesis and unique features of M.bovis.Proceedings of the 38^th annual convention, American Association of Bovine Practitioners, USA, 2005: 63-66.

Centin K B, Ongor H, Karahan M, Kalender H, Lorenzon S, Thiaucourt F. (2003). Abattoir based survey of CBPP in cattle in Turkey. Vet Rec. 152:9, 524-528.

Cardoso MV,Sforsin AJ,Scarcelli E,Teixeira SR,Miyashiro S,Campos FR,Genovez ME .(2002). Importance of differntial diagnosis in an outbreak of bovine enzootic pneumonia.Arquivos do Ins Biol. ۶۹:۳, ۱۱۱-۱۱۳

Dedieu L, Mady V, Lefevre P C. (1994). Developement of a selective PCR for the detection of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony. Vet Mic. 42: 327-339.

Da Massa Al J, Wakenell P S, Brooks D L. (1992). Mycoplasmas of goats and sheep.Review article.J Vet Diag  Invest. 4:101-113.

El Yazid H A, Balata M A, Wassif I M. (2007). Isolatin and identification of Mycoplasma species from sheeps and goats under desert condition Vet M J. GIza, Egypt. 55:2, 389-410.

East N E, De Massa A J. (1983). Milk born outbreak of Mycoplasma mycoides mycoides infection in a commercial goat herd.J of American Vet Med Asso.182:1, 1338-1341.

Egwu G O, Ball H J, Rodriguez F, Fernadez A. (2000). Mycoplasma mycoides capri and Mycoplasma mycoides mycoides LC and Mycoplasma mycoides capri in Agalactia Syndrome of sheep and goats.Vet Bulletin.70:4, 391-402.

Gaurivaud  P, Person A, Le Grand D, Westberg J, Solsona M, Johansson K E, Poumarat F. (2004). Variability of a glucose phosphotransferase system permease in
Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony. Mic J. 150:12, ۴۰۰۹-۴۰۲۲٫

Gelagay A, Teshale S, W Amsalu, G Esayas. (2007). A Prevalence of Contagious Caprine Pleuropneumonia in Borana. Small Rum Res.70: (2-3), 131-135.
Ghazaei C. (2007). Mycoplasma Mastitis in dairy cows in Moghan region of Ardabil state, Iran. Souh Africa Vet Asso.77:4, 222-223.

Grieco V, Boldini M, Luini M, Finazzi M, Mandelli G, Scanziani E. (2001). Pathological, IHC and bacteriological findings in kidney of cattle with Contagious Bovine Pleuro Pneumonia. J Com Pathol.124:2, 95-101.
Goltz J P, Rosendal S, McCraw B M, Ruhnke H L. (1986). Experimental studies on the pathogenocity of ovipneumonia and M.agalactia for the respiratory tract of goats.Can Vet J Res. 50:1, 59-67.

Harasawa R, Hotzel H, Sachse K. (2000). Mycoplasma mycoides cluster and reassessment of the taxonomic position of Mycoplasma bovine group 7.Int J of Sys and Evoul Microb. 50:3, 1325-1329.

Heldtander M. (2001). Genetic diversity and evolution of Mycoplasma capricolum capripneumonia strains from eastern Africa assessed by 16S-rDNA sequence analysis. Vet Mic. 78: 1, 13-28.

Hernandez L, Lopez J, St-Jacques M, Ontiveros L, Acosta J, Handel K. (2006). Mycoplasma mycoides capri associated with goat respiratory disease and high flock mortality. Can Vet J. 74:4, 366-369.

Hotzel H, Sachse K, Pfutzner H. (1996). A PCR scheme for differentiation of organisms belonging to Mycoplasma mycoides cluster. Vet Mic. 49: 41-43.

Hugar D H, Babu Y H. (2007). Isolation and identification of Mycoplasma from respiratory tract of goats.Ind Vet J. 84:4, 352-355.

Ikheloa J O, Ajuwape A T P, Ojo M O, Alaka O O, Adetosoye A I. (2004). Biochemical characterization and serological identification of Mycoplasma.spp isolated from pneumonic lungs of goats slaughtered in abattoir in Northern Nigeria. Small Rum Res. 52:(1-2), 93-97.

Janis C, Lartigue C, Frey J, Wróblewski H, Thiaucourt F, Blanchard A, Sirand-PugnetP. (2005). Versatile Use of oriC Plasmids for Functional Genomics of Mycoplasma capricolum capricolum. Applied and Envi Mic.71:6, 2888-2893.

Johansson K E, Persson M, Persson M. (1998). Diagnosis of contagious caprine and contagious bovine pleuropneumonia by PCR and restriction enzyme analysis. Department of Bacteriology, National Veterinary Institute, Uppsala, Sweden. Conference paper: 137-158.

Kannan S , Singh, V P, Srivastava  NC, Singh V P, Bhaskar Sharma. (2000). Restriction endonuclease analysis of various Mycoplasma Mycoides group. Indian Vet J. 77:1, 9-12.

Kusiluka L J, Oieniyi B, Friis N F, Kawala R R, Kokotovic B. (2000). Demonstration of Mycoplsma capricolum capripneumonia and Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony in Contagious Caprine Pleuropneumonia  outbreaks  in eastern Tanzania. Acta Veterinaria Scandinsvia. 41:3, 311-319.

Le Grand D. (2004). Assessment of PCR for routine identification of the Myco-plasma Mycoides cluster in ruminants. Vet Res. 35: 635-649.

Lorenzon S, Wesonga H, L Ygeust, Tekleghiorgis T, Maikano Y, Angaya M, Henrikx P, Thiaucourt F. Maikano. (2002). Genetic evolution of MCCP strains and molecular epidemiology of Contagious Caprine Pleuropneumonia by sequencing of locus H2.Vet Mic. 85:2, 111-123.

Manso- Silvan L, Perrier X, Thiaucourt F. (2007). Phylognic of the Mycoplasma mycoides cluster based on analysis of the five conserved protein-coding sequences and possible implications for the taxonomy of the group.Int J of Sys and Evoul Microbiol. 57:10, 2247-2258.

March J, Brodlie M. (2000). Comparison of the virulence of European and African isolates of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony type. Vet Rec. 147: 20-21.

Miles K. (2006). Identification and diffentiaton of European and African/Ausralian strains of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony using PCR analysis. J Vet Diag Invest 18: 168-171.

Monnerat M P, Thiaucourt F, Nicolet J, Frey J. (1999). Comparative analysis of the lppA locus in Mycoplasma capricolum capricolum and Mycoplasma capricolum capripneumonia. Vet Mic J. 69:3, 157-172.

Muto A. (1990).  The organization and evolution of transfer RNA genes in Mycoplasma capri. Nuc Acids Res.18:17, 5037-5043.

Nicholas R A J, Clark K M, Pamer M A, Santini F G, Santis P, Bashiruddin J B. (1996). A comparison of seological tests and gross lung pathology for detection Contagious Bovine Pleuropneumonia in two groups of Italian cattle. Vet Rec. 139:4, 89-93.

Nicholas R A J. (1995). Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony: The agent of Contagious Bovine Pleuropneumonia and the number of the mycoid cluster.J Com Path.113:1-27.

Ozedmir U,Loria G R,Godinho K S,Sampson R, Rowan T G,Ayling R D,Nicholas R A J. (2005). Mycoplasma capricolum capripneumonia isolated from the outbreaks of Contagious Caprine Pleuropneumonia in Turkey. Pendik Veterinar Microbiol J Dergisi. 36: (1-2), 47-51.

Persson A, Pettersson B, Bolske G, Johansson K E. (1999). Diagnosis of Contagious Bovine Pleuropneumonia by PCR-LIF and PCR-REA based on 16S- rRNA gene of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony. J Clin Mic. 37:12, 3815-3821.

Pettersson B,Leitner T, Ronaghi M, Bolske G, Uhlen M, Johansson K E. (1996). Phylogeny of the Mycoplasma mycoides cluster as determined by sequaence analysis of the 16S- rRNA genes from two rRNA operons. J of Bacteriol .178: 14, 4131-4142.

Pettersson B, Bolske G, Thiaucourt F, Uhlen M, Johansson K E. (1998). Molecular evolution of Mycoplasma capricolum capripneumonia strains based on polymorphisms in the 16S-rRNA genes. J  Bacteriol. ۱۸۰:۹, ۲۳۵۰-۲۳۵۸٫

Ranjesh A, Kumar M, Singh V P. (2007). Contagious Caprine Pleuropneumonia in goats.Ind Vet J. 84:7, 775-776.

Razin S. (1994). DNA probes and PCR in diagnosis of mycoplasma infection. Molecuar and cellular probes. 8:  ۴۹۷-۵۱۱٫

Robino P, Alberti A, Chessa B, Pittau M, Profiti M, Rosati S. (2007). Molecular cloning and expressions of surface lipoproteins of Mycoplasma capricolum capricolum. Vet Res Comm. 31:1, 527-260

Rodriguez L. (1997). PCR and RE digestion for selected members of the Mycoides cluster and M. putrificans. J Vet Diag Invet. 9: 186-190.

Rodriguez L, Gutierrez  C, Brooks D. L, Damassa  A J, Oros  J, Fernandez A. (1998). A pathological and immunological study of goat kids undergoing septicemia disease caused by Mycoplasma capricolum capricolum,Mycoplasma mycoies capri, mycoplasma mycoides mycoides Large Colony .J Vet Med. 45:3, 141-149.

Santis P, Houshaymi B M, Miles R. (2000). Molecular and biochemical characterization of Italian strains of MmmSC. Selezione veterinaria. Supplement 4: 89-94.

Scattaglia S, Corino G, Quarello N, Raschio C, Tramuta C, Robino P, Nebbia P. (2007). Bronchopneumonia in slaughtered cattle: etiliogy and treatment. Praxis Vet Italy. 28:2, 19-23.

Sheehan  M, Cassidy J P, Brady J, Ball H, Doherty M L, Quinn P J, Nicholas R A J, Markey B K. (2007). An etiliogic studty of chronic bronchopneumonia in lambs in Irland.Vet J Netherlands. 173:3, 630-637.

Shiferaw G, Tariku S, Ayelet G, Abebe Z. (2006). Contagious Caprine Pleuropneumonia and Manhemia hemolytica associated with acute respiratory disease of goats and sheep in Afar. Rev Sci tech off Int Epiz. 25:3, 1153-1163.

Sri Vastava N C, Thiaucourt F, Singh V P, Sunder J. (2000). Isolation of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony from Contagious Caprine Pleuro Pneumonia in India. Vet Rec. 147:18, 520-521.

Stripkovits, L. (2000). Screening of Hungarian cattle herds for Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony infectons. Acta Veterinaria Hungarica .48:4, 375-385.

Sunder J, Sri Vastava N C, Singh V P. (2002). Preliminary trials on development of vaccine against Mycoplasma mycoides mycoides large Colony infection in goats. J Applied Anim Res. 21:1, 75-80.

Tabatabayi A H, Gharagozlou M J, Ghader Sohi A. (1992). A survey of Mycoplasma arginini and other agents from subacute and chronic ovine pneumonia in Iran. Preventive Veterinary Medicine. 12 :(1-2), 153-158.

Titilayo, A. (2006). Pathogenocity of Mycoplasma mycoides capri in goat and sheep flocks.Vet Archive. 351:5, 454-460.

Tola S, Idini G, Manunta D, Galleri G, Angioi P P, Rocchigiani  A M,. Leori G. (1997). Detection of M.agalactia in sheep milk samples by PCR. Vet Mic. 54:8, 17-22.

Totte. P. (2008). Analysis of cellular responses to Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony associated with control of Contagious Bovine Pleuropneumonia.Vet Res. 39:1, 1-11.

Turkarsalan J, Hussein N A. (1997). A study of Contagious caprine pleuropneumonia in the United Arab Emirates. Pendik Vet Mikrob Dergisi. 28: 2, 123-126.

Udit J, Pal B C, Yadav S K. (2007). Characterization of Contagious Caprine Pleuropneumonia by PCR.Ind J of Anim Sci.77:9, 826-864.

Ur- Rahman S, Siddique M, Hidayat Rasool M. (2006). Seroprevalence of Mycoplasma capri in ruminants and camels. Small Rum Res. 63: (1-2), 28-31.

VileiE M, Abdo E M, Nicolet J, Botelho A, Goncalves R, Frey J. (2000). Genomic and antigenic differences between the European and African/Australian clusters of Mycoplasma mycoides  mycoides Small Colony. Mic Reading.146:2, 477-486.

VileiE M, Correia I, Ferrohna M H, Bischof D F, Frey J. (2007). B-D-Glucoside utilization by Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony: possible involvement in the control of cytotoxicity. J of Microbiol. 7:3, 1549-1551.

Vilei E M. (2006). Mycoplasma mycoides capri and Mycoplasma mycoides mycoides Large Colony can be grouped  into a single subspecies.Vet Res. 37:779-790.

Westberg J. (2004). Genome sequence of Mycoplasma mycoides mycoides Small Colony strain PG1, the causative agent of Contagious Bovine Pleuropneumonia. Genome Res. 14: 221-227.

World Orgianization of animal Health (OIE). (2004). In manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial: Contagious Caprine Pleuropneumonia: 2, 4-6.

Woubit S, Lorenzon S, Peyraud A, Manso-Silvan L, Thiacourt F. (2004). A specific PCR for the identification of Mycoplasma capricolum capripneumonia.Vet Microbiol. ۱۰۴:۲,۱۲۵-۱۳۲٫

Xin J Q, Yuan l, JianHua Z, Shou Ping H, Liang W. (2007). Molecular characteriziation of a strain of Mycoplasma caprcolum capripneumonia isolated from goats.Chin J Prev Vet Med. 29:4, 243-247.

Yigezu L, Tariku S, Ayelet G, Roger F. (2004). Respiratory mycoplasmosis of small ruminants in Ethiopia. Ethiopian Vet J. ۸:۲, ۶۷-۷۴٫
Zendulkova D. (2007). Mycoplasma infections in cattle and their meanings. Veterinar Stivo. 57:9, 950-957.

مقدمه

عفونت پلوروپنومونی واگیر،‌ بیماری تحلیل برنده تنفسی است که با جای گرفتن در طبقه‌بندی بیماریهای سازمان جهانی کنترل بیماریهای واگیر، لزوم و اهمیت شناسایی آن مشخص شده است. عامل اصلی این بیماری، گونه مایکوپلاسما مایکوئیدس می‌باشد که تایپ کلونی کوچک آن[۱] بطور اختصاصی به گله‌های گاو، خسارات فراوانی ناشی از همه‌گیری گسترده و مرگ و میر فراوان تحمیل کرده است.

تایپ کلونی بزرگ این گونه[۲] همراه با دو گونه دیگر بنامهای مایکوپلاسما کاپری کولوم کاپری کولوم[۳] و مایکوپلاسما مایکوئیدس کاپری[۴] فرم غیرکلاسیک پلوروپنومونی واگیر را در گله‌های گوسفند و بز بوجود آورده‌اند. این بیماری در فرم کلاسیک، که عامل آن مایکوپلاسما کاپری کولوم کاپری پنومونی[۵] شناخته می‌شود، خسارات اقتصادی سهمگینی در گله‌های بز و گوسفند موجب گردیده است.

از آنجائیکه منطقه خاورمیانه جزو مناطق مشکوک به آلودگی پلوروپنومونی واگیر محسوب می‌شود، حفظ وضعیت عاری بودن از عفونت در این منطقه، مشکل یا تقریبا غیرممکن بوده و نیازمند بازنگری درراهبردهای بکار رفته به منظور تشخیص و کنترل این عفونت‌هاست. عدم برخورداری از خصوصیت پاتوگونومیک تشخیصی و پاتولوژیکی‌، مسیر بیماریزایی ناشناخته و تنوع فنوتیپی بسیار پیچیده ارگانیسم در مواجهه با دستگاه ایمنی میزبان، بر مشکل شناسایی آن افزوده است. علاوه بر  این ، ابقا طولانی مدت باکتری در محل عفونت و وجود ناقلین بدون علامت‌، برنامه کنترل بیماری را با چالش روبرو کرده است.

از این رو، شناسایی و بکارگیری روشهای تشخیصی و تفریقی گونه‌های کلاستر مایکوپلاسما مایکوئیدس که هرکدام استراتژی جداگانه ای در برخورد با عفونت گله‌ها دارند، از اهمیت ویژه‌ای برخوردار است.

 از آنجایی که مایکوپلاسماهای پاتوژن در محیط کشت به سختی رشد می‌کنند، استفاده  متداول از روش کشت و جداسازی، شناسایی عفونت گله‌ها را با مشکل روبرو کرده است.

از طرف دیگر، عمدتا به دلیل تشابه آنتی ژنتیکی بین گونه‌های کلاستر مایکوئیدس و سایر گونه‌های مایکوپلاسما، روشهای سرولوژی از دقت و ویژگی کافی در تمایز گونه‌ها برخوردار نیستند. لذا به رهیافت روش‌های مولکولی مانندPCR بعنوان روشی سریع،  دقیق و با حساسیت و ویژگی مطلوب در کنترل عفونت گله‌ها، توجه ویژه‌ای می‌شود.

    هدف از این مطالعه، بررسی عفونت‌های تنفسی ناشی از کلاستر مایکوئیدس در  گله‌های نشخوارکنندگان از طریق کشت و PCR می‌باشد.

چکیده :

          کلاستر مایکوپلاسما مایکوئیدس در برگیرنده مهمترین پاتوژنهای تنفسی نشخوارکنندگان است که سالیانه، خسارات اقتصادی سنگینی بر صنعت دامپروری کشورهای جهان وارد می‌کند. اخیرا شیوعهای بازپدیدی از عفونتهای پلوروپنومونی نشخوارکنندگان در منطقه خاورمیانه گزارش شده است. در این شرایط تعیین وضعیت گله‌های کشور از نظر آلودگی به گونه‌های پاتوژن این کلاستر، از اهمیت خاصی برخوردار است. هنوز گزارشی از شناسایی و جداسازی گونه‌های درگیر از عفونت پلوروپنومونی در ایران بدست نیامده است. عدم برخورداری از خصوصیت پاتوگونومیک در نمونه‌های بالینی و دشواریهای فراوان جداسازی میکروارگانیسم، به ضرورت شناسایی و بکارگیری روشهای تشخیصی جایگزین افزوده است.

          علاوه بر این، دستیابی به روشی کاربردی و سریع، در تشخیص عفونتهای تنفسی گله‌ها و تخمینی از وضعیت عفونت در ایران، مدنظر این تحقیق بوده است.

در این مطالعه‌، ۱۰۰ نمونه ریه با ضایعات مشکوک به عفونتهای تنفسی مایکوپلاسمایی از ۱۰۰  گله مشکوک (۵۰ گله گاو،۳۰ گله گوسفند،۲۰ گله بز) در اطراف کرمانشاه ، در سالهای ۱۳۸۶-۱۳۸۴ جمع آوری شدند. ضایعات ماکروسکوپی شامل کبدی شدن ریه‌ها با زخم‌های خاکستری و سفید(جامد شدن) و ظاهر منقوط با یا بدون فیبرین بودند. نمونه‌ها در محیط کشت PPLO براث و آگار کشت داده شدند. پس از پاساژهای متعدد،از ۲۳ گله مشکوک،تک کلونی تخم‌مرغی شکل مایکوپلاسما جداشد(۱۱ گله گاو،۸ گله گوسفند،۴ گله بز).

اما در واکنش, PCR63  گله عفونت مایکوپلاسمای تنفسی نشان دادند (۳۷ گله گاو، ۱۷ گله گوسفند، ۹ گله بز).

این امر، مبین این نکته است که علیرغم اینکه جداشدن عامل مایکوپلاسمایی از نمونه‌ها در محیط کشت، اساس تعیین وضعیت عفونت‌های مایکوپلاسمایی قلمداد می‌شود، اما  سخت‌رشد بودن گونه‌های مورد مطالعه در محیط کشت و عدم دستیابی سریع به نتیجه، کارآیی این روش تشخیصی را در پایش متداول عفونت گله‌ها زیر سوال برده است.

         علاوه بر این، بکاربردن آنتی بیوتیکهای متنوع در دوره درمان و از بین رفتن میکروارگانیسم در خلال جمع آوری نمونه، ‌نتایج رشد در محیط کشت مایکوپلاسما را دستخوش تغییر داده است.

از این رو،‌ استفاده از روشهای مولکولی PCR بعنوان یک روش کاربردی،  حساس و سریع توصیه می‌شود. پس از استخراج ‌DNA نمونه‌ها به روش فنل کلروفورم و جدا کردن نمونه‌های آلوده به مایکوپلاسما از طریق PCR ، با استفاده از پرایمر اختصاصی کلاستر مایکوئیدس نمونه‌های مایکوپلاسمایی تحت واکنش PCR قرار گرفتند.

باند bp 548، تنها در نمونه کنترل ( سویه F38) دیده شد. به منظور کنترل روند واکنش، نمونه‌ها با پرایمر اختصاصی مایکوئیدس کلونی بزرگ و پرایمر اختصاصی آگالاکتیه، به طور جداگانه PCR شدند که نتیجه این آزمایش، یافته‌های آزمایش قبلی را تائید می‌کرد.

 اگر چه این تحقیق نشان داد که عامل عفونتهای تنفسی مشکوک در نمونه‌های مورد مطالعه نمی‌تواند از گونه‌های کلاستر مایکوئیدس باشد، منتهی تخمین میزان عفونت در گله‌های مورد مطالعه، احتیاج به تحقیقات وسیعتر با جمع‌آوری تعداد نمونه‌های بیشتر در مطالعات بعدی دارد.

۱- تاریخچه

عامل اصلی بیماری پلوروپنومونی واگیر گاوان[۶] ـ که امروزه به نام مایکوپلاسما مایکوئیدس مایکوئیدس بیوتایپ کلونی کوچک[۷] شناخته می‌شود- در سال ١٨٩٨ برای اولین بار توسط نوکارد[۸] وروکس[۹] شناسایی گردید. در آن زمان، اولین نام نهاده شده بر این اجرام، پلوروپنومونی بود که بعد از این که اجرامی با خصوصیت مشابه این میکروارگانیسم از منابع دیگر به دست آمد، بنام اجرام شبه پلوروپنومونی نام‌گذاری شد. ۶٠ سال بعد، نواک نام مایکوپلاسما را به عنوان نام ژنریک اجرامی که فاقد دیواره سلولیاند، پیشنهاد کرد (۴۵).

٢- خصوصیات کلی مایکوپلاسما

مایکوپلاسماها، جزو کوچک‌ترین پروکاریوت‌هایند (μm١۵-٠)  که قادرند از فیلترهای مخصوص باکتری (μm۴۵-٢٢/٠) عبور کنند. این اجرام به دلیل فقدان دیواره سلولی، اشکال پلی‌مورفیک دارند و به اشکال کروی (μm٣/٠-٩/٠)، رشته‌ای (تا μm١)،گلابی شکل، شاخه‌ای و مارپیچی  در زیر میکروسکوپ الکترونی دیده می‌شوند. در واقع، بیشتر شبیه به فرم L باکتری‌ها می باشند.ارگانیسم از سه ارگانل شامل غشا سلولی، ریبوزوم و مولکول حلقوی DNA تشکیل شده است. تصویر مایکوپلاسما در زیر میکروسکوپ الکترونی، شبیه فیلامان (بطری) است که از دو انتها طویل شده است. این اندامک‌‌های انتهایی[۱۰]، محل اتصال به غشا یوکاریوت است که دارای یک ساختمان مرکزی میله مانند[۱۱] می‌باشد و توسط غشا احاطه شده است (۷۰).

 مجموعه خصوصیاتی مانند عبور از صافی‌های مخصوص پالایش باکتری، عدم حساسیت به آنتی‌بیوتیک‌ها و دشواری‌های رشد، آن‌ها را شبیه به ویروس‌ها کرده است. ولی وجود محتوای ژنتیکی DNA (٧-۵/١)% و RNA (١٧-٨)% که توسط غشای پلاسمایی سه لایه‌ای حفاظت شده است، سبب تمایز آن‌ها از ویروس‌ها، کلامیدیا وریکتزیاها می‌شود. به دلیل دارا بودن حداقل ژن‌های لازم برای تکثیر مستقل- که در حدود  تا  محتوای ژنتیکی E.coli است ـ نیازمند موجودات زنده برای تکثیر و زنده‌مانی نمی‌باشند (۵۰).

ولی به هر حال تعداد کم ژن‌ها، منجر به رشد بطئی، ونیاز قابل توجه به میزبان برای تامین برخی از مواد مغذی و بقا شده است. به همین علت بسیاری از مایکوپلاسماها به عنوان انگل‌های سطحی در غشا مخاطی دستگاه تنفس چشم، ادراری تناسلی، بافت پستانی و مفاصل شناخته شده اند و به ندرت بافت‌ها را مورد تهاجم قرار می‌دهند (۴۷).

البته انتشار آن‌ها به اندام‌های مختلف بیانگر وجود حداقل یک عفونت گذراست. به طور کلی، تنها برخی گونه‌های مایکوپلاسما و احتمالاً‌ سویه‌های خاص، تمایل بیشتری به بعضی بافت‌ها یا اندام‌ها دارند، هر چند که این تمایل به معنای حذف کامل تمایل به سایر بافت‌ها نمی‌باشد. اغلب مایکوپلاسماها، به عنوان آلوده کننده محیط کشت سلولی شناخته می‌شوند که تشخیص و کنترل آلودگی آنها مشکل است (۵۰).

مایکوپلاسماها با استفاده از توانایی حرکت خود که به صورت سرخوردن است[۱۲]، خود را به سلول‌های هدف می‌رسانند. این حرکت کند بوده و تحت تاثیر آنتی‌بادی‌های اختصاصی مهار می‌شود (۷۴).

بسیاری از مایکوپلاسماها، بی‌هوازی اختیاری بوده و بعضی به صورت مطلوب در اتمسفری با ١٠ -۵% CO₂ رشد می‌کنند. مایکوپلاسماهای بی‌هوازی غیرپاتوژن در شکمبه گوسفند و گاو یافت می‌شود (۲).

۳-مقاومت مایکوپلاسماها

این اجرام توانایی تولید دیواره سلولی پلی‌مورفیک و پپتیدوگلیکانی را دارند و از همین رو، به آن‌ها باکتری‌هایی  با نقص دیواره سلولی[۱۳] اطلاق می‌شود. آنتی‌بیوتیک‌هایی که بر روی دیواره سلولی اثر می‌کنند،(دسته بتالاکتامز) مانند پنی‌سیلین و سفالوسپورین، آن‌ها را از بین نمی‌برند. اگر چه نسبت به آنتی‌بیوتیک‌هایی که بر روی سنتز پروتئین اثر دارند (مانند تتراسایکلین) ‌حساسند، ولی این آنتی‌بیوتیک‌ها در بدن حیوانات زنده زیاد موثر نیستند، زیرا گاهی غلظت کافی آن‌ها به سطح اپی‌تلیومی که توسط مایکوپلاسماها احاطه شده است، نمی‌رسد. از خصوصیت مقاوم بودن به پنی‌سیلین و استات تالیم، برای جلوگیری از رشد میکروب‌های آلوده کننده محیط کشت استفاده می‌شود (۷۲).

در آزمایش‌های تجربی، مایکوپلاسماها به شوک اسموتیک، ضدعفونی کننده‌های محیطی، الکل، گرما و خشکی، آنتی‌بادی‌های اختصاصی وکامپلمان حساس می‌باشند. دمای °C۵۵ به مدت ‘١۵ و °C۶٠ به مدت ‘۵ آن‌ها را از بین می‌برد. برای مثال گونه مایکوئیدس مایکوئیدس در خارج از بدن حیوان بیش از چند ساعت، قادر به ادامه حیات نمی‌باشد، ولی در محل عفونت تا مدت‌ها باقی می‌ماند. از گاوهایی که در ١٠ ماه پیش به بیماری پلوروپنومونی واگیر مبتلا بوده‌اند، میکروارگانیسم جدا شده است (۷۲). سکوستراهای ریوی منبع بالقوه‌ای از آلودگی  هستندو ارگانیسم را برای زمانی به مدت ٣ سال نگهداری می‌کنند. به همین علت، کانون‌های عفونت در اکثر موارد، حیوانات بهبود یافته‌اند. ترکیبات دیگر از قبیل جفت و ادرار نیز می‌توانند ارگانیسم‌ها را برای مدت طولانی زنده نگه‌دارند. گزارش شده است که یونجه آلوده به میکروارگانیسم تا مدت ١٢۴ ساعت، قادر به انتقال آلودگی است. هم‌چنین در ریه منجمد تا چندین ماه و در محیط کشت خشک شده در خلا، چندین سال زنده می‌ماند. فنل ١%، فرمالین ۵/٠% و کلرید جیوه ١% به مدت چند دقیقه میکروارگانیسم را از بین می‌برند (۴۴).

۴-طبقه‌بندی مایکوپلاسماها

با استفاده از آنالیز توالی ژن ۱۶S-rRNA، تصور می‌شود که مایکوپلاسماها در حدود ۶٠٠ میلیون سال قبل با از دست دادن قسمت‌های غیر ضروری ژنوم خود، از جمله ژن‌های سنتز دیواره سلولی از باکتری‌های گرم مثبت و مشخصاً کلستریدیومها مشتق شده‌اند (۵۰).

از نظر فیلوژنی، مایکوپلاسماها به کلاس Mollicutes، رده Mycoplasmatales و خانواده Mycoplasmatacea تعلق دارند. کلاس Mollicutes، بیش از ١٠٠ گونه از مایکوپلاسماهای گیاهان، مهره‌داران و حشرات را در بر می‌گیرد و از ۵ جنس تشکیل شده است که در میان آن‌ها، مایکوپلاسما، اوروپلاسما[۱۴] و آنئروپلاسما[۱۵]، بیشترین میزبانان را در انسان و حیوان دارا هستند. (جدول٢)

بر اساس آنالیز توالی قطعه V₂ از ژن ۱۶S-rRNA، مایکوپلاسماها به ۴ دسته تقسیم‌بندی شده‌اند: ١ـ پنومونی، ٢ـ هومی‌نیس[۱۶]، ٣ـ اسپیروپلاسما و ۴ـ آئروپلاسما.

سه گونه مایکوپلاسمای بیماری‌زا در انسان، پنومونی،‌هومی‌نیس و اوروپلاسما هستند که به ترتیب اختلالات تنفسی، و یوروجنیتال را به وجود می‌آورند.بیماری‌زاترین گونه‌ها در نشخوارکنندگان، متعلق به کلاستر مایکوئیدس است که در دسته اسپیروپلاسما جای گرفته است (۹) .اعضا این کلاستر که عمدتاً مسئول عفونت‌های تنفسی هستند، از نظر خصوصیات آنتی‌ژنتیکی و فنوتیپی، وجه اشتراک زیادی دارند که تمایز و تفکیک آن‌ها را در تست‌های متعارف آزمایشگاهی با چالش روبه‌رو می‌کند. جدول ٢ به معرفی اعضا این کلاستر و میزبانان اصلی آن‌ها پرداخته است. در میان اعضا، مایکوپلاسما مایکوئیدس مایکوئیدس بیوتایپ کلونی بزرگ[۱۷] و مایکوپلاسما کاپری‌کولوم کاپری‌پنومونی[۱۸] از مهم‌ترین پاتوژن‌های شناخته شده در نشخوارکنندگان هستند. بیماری پلوروپنومونی واگیر گاوان و پلوروپنومونی واگیر بزان، دو بیماری مطرح شده در فهرست  A و B سازمان جهانی کنترل بیماری‌های واگیر جانوری اند که تشخیص و گزارش وقوع آن‌ها، جهت احراز اقدامات فوری اجباری است (۷۲).

۵-طبقه‌بندی کلاستر مایکوئیدس

 اعضا این کلاستر شامل مایکوپلاسما مایکوئیدس مایکوئیدس کلونی کوچک (MmmSC)، مایکوپلاسما مایکوئیدس مایکوئیدس کلونی بزرگ (MmmLC)، مایکوپلاسما کاپری‌کولوم کاپری‌پنومونی (Mccp)، مایکوپلاسما کاپری‌کولوم کاپری‌کولوم (Mcc)، مایکوپلاسما مایکوئیدس کاپری (Mmc)، سروتیپ ٧ سویه گاوی (M.bsg7)، مایکوپلاسما پوتری‌فیکنس (M.putrificans)، مایکوپلاسما کووتی (M.cowetti) و مایکوپلاسما یستی (M.yeasti) می‌باشند. دو گونه آخر جز مایکوپلاسماهای ساپروفیت اند که بیماری‌زایی آن‌ها در شرایط عادی در نشخوارکنندگان نامعلوم است و پوتری‌فیکنس از مبتلایان به سندروم نقص ایمنی انسان نیز جدا شده است (۴۷).

خسارات اقتصادی ناشی از بیماری‌زایی و حضور اعضا این کلاستر در نشخوارکنندگان، از اهمیت زیادی برخوردار است، به طوری که بیماری ناشی ازMmmSC -پلوروپنومونی واگیر گاوان (CBPP)- از مهم‌ترین معضلات مطرح اقتصادی در صنعت دامپروری در آفریقا و اخیراً در اروپاست که برای سالیان متمادی کشورهای زیادی را درگیر کرده است)۴۵).

هم‌چنین در حال حاضر، پلوروپنومونی واگیر بزان (CCPP)، بیشترین خسارات اقتصادی را در آفریقا ایجاد می‌کند که پس از طاعون نشخوارکنندگان کوچک[۱۹]، دومین بیماری قابل توجه را در گله‌های بز را به وجود آورده است (۱۷).

MmmLC،Mcc و Mmc سندروم MASKePs[20] را در گله‌های گوسفند و بز ایجاد می‌کنند که متداول‌ترین تظاهرات بیماری با تورم پستان بالینی، التهاب مفصل، سپتی سمی، تورم قرنیه و پلوروپنومونی در بالغین همراه است. در بزغاله‌ها پنومونی، سپتی‌سمی و التهاب  عمومی مفاصل در این سندروم دیده می‌شود (۵۲).

بیماری‌زایی bsg7 یا Msp7 که در عفونتهای همزمان با سویه P650 آغاز می‌شود، هنوز در دست تحقیق است. اخیراً همه‌گیری‌هایی در گله‌های گاو با علایم سقط، التهاب مفاصل و تورم پستان در استرالیا دیده شده که این عامل از آن‌ها جدا گردیده است (۲۶). گونه پوتری‌فیکنس عامل تورم پستان والتهاب مفاصل شناخته شده، ولی آنتی‌ژنیستی این گونه و M.cowetti و M.yeasti با سایر اعضا کلاستر  به طور بارزی متفاوت است، لذا به طور معمول به عنوان اعضا کلاسیک کلاستر مایکوئیدس محسوب نمی‌شوند. به هر حال، آنالیز فیلوژنی ژن ۱۶S-rRNA، آن‌ها را در یک کلاستر قرار داده و نشان داده است که قرابت ژنتیکی گونه‌های   cowetti و yeasti، ٧/٩٩% و با پوتری‌فیکانس ٩/٩٨% است (۵۲).

۶-فیلوژنی

اولین قدم در طبقه‌بندی مولیکیوتها به وسیله روش‌های ملکولی و ایمنی شناسی برداشته میشود. تاکنون اطلاعات تاکسونومی با ارزشی به دست آمده است، اما از روند تکامل اطلاعات زیادی در دست نمیباشد. اخیراً، بررسی ارتباط‌های فیلوژنی مولیکیوتها بر روی مناطق ریبوزومی RNA که بسیار حفاظت شده است، متمرکز گردیده است. این مناطق حفاظت شده به نسبت کل ژنوم مایکوپلاسما، بسیار کمتر دستخوش تغییر می‌شوند. امروزه توالی کامل ۴۵٠ باکتری، شناخته شده است (۵۰).

ویسبرگ[۲۱] در مطالعه‌ای، توالی کامل ژن۱۶S-rRNA را در بالغ از ۴٠ گونه مولیکیوتها و باکتری‌های دیواره‌دار تعیین کرد. این تحقیقات نشان داد که مولیکیوتها در گروه استرپتوکوکوس ـ لاکتوباسیل ـ باسیل که باکتری‌های G⁺با محتوای اندک G+C هستند، قرار میگیرند و ازنیاکان کلستریدیوم‌ها مشتق شده‌اند.

آنالیز توالی ژنrRNA نشان می‌دهد که گونه‌های   Mmm و M.capricolum متعلق به یکی از ۵ گروه مولیکیوتهاهستند که در دسته اسپیروپلاسماها جای گرفته اند (۷۱).نتیجه این انشعاب، کاهش در سایز ۱۰۰۰KD ژنوم به KD۵٠٠ در جنس مایکوپلاسما و اوروپلاسما است (۴۷).

۷-ساختمان

۱-۷- ساختمان مایکوپلاسما مایکوئیدس

مانند سایر مولیکیوتها، Mmm در خلال تکامل، ژن‌های سازنده دیواره سلولی خود را از دست داده و یک غشا سه لایه‌ای، جسم سلولی را که شامل عناصر ریبوزومی و محتویات هسته می باشد، محدود کرده است. اندامک‌ انتهایی آن که به مرحله اتصال و چسبیدن ارتباط دارد، برخلاف گونه گالیناروم و پنومونی در Mmm شناخته نشده است. به هر حال رادول[۲۲] از یک ارگانل داخل سیتوپلاسمی که تا گوشه‌ها امتداد یافته است، نام‌برده است. این ارگانل، تنها در شرایط تونی‌سیتی شدید و منابع غیر محدود انرژی تشکیل می‌شود و اهمیت آن نامعلوم است (۷۱).

به جای دیواره پپتیدوگلیکانی سایر باکتری‌ها، Mmm دارای یک ساختار کپسول مانند است که از غشا یک لایه‌ای به ضخامت ٣٠ نانومتر تشکیل شده است. آنالیز شیمیایی نشان داده است که این کپسول حاوی گالاکتان، پلی‌مری از جنس مونوساکارید گالاکتوز ، و باندهای B(1-6) است. این کپسول، ٩٠% از کل  ساختمان کربوهیدراتی از مایکوپلاسمای رشد کرده در محیط کشت را تشکیل می‌دهد که با افزایش سرعت رشد و غلظت گلوکز، تولید آن افزایش می‌یابد. کپسول گالاکتان در محیط براث و بافت‌های حیوان مبتلا، به صورت شعاعی انتشار می‌یابد و در عفونت‌های شدید درگردش خون، ریه، مایع پلور، و ادرار در مقادیر زیاد یافت می‌شود (۷۱).

کپسول گالاکتان دارای دترمینانت‌های آنتی‌ژنتیکی است که با ویروس واکسینا و پلی‌ساکاریدهای سایر باکتری‌ها، گیاهان و حتی بافت نرمال ریه تشابه آنتی‌ژنتیکی دارد.

به نظر می‌آید ساختار کپسول، در بین سایر اعضا کلاستر متفاوت باشد ، پلی‌ساکاریدی که از Mmc به دست آمده شامل گلوکان و پلی‌مری‌ازگلوکز بوده، درحالیکه Mccp از مقادیر مساوی گلوکز، گالاکتوز، مانوز، فوکوز، گالاکتوز آمین و گلوکز‌آمین تشکیل یافته است.

لیپیدها در غشا سیتوپلاسمی مولیکیوتها به طور گسترده‌ای قرار گرفته‌اند، بطوری که ٣۵-٢۵% وزن غشا آن را تشکیل می‌دهند. Mmm دارای لیپوگلیکانی است که تا ١٠% وزن غشا را تشکیل می‌دهد. لیپوگلیکان‌های مولیکیوتها محکم به غشا چسبیده اند، ولی در Mmm و سایر سویه‌های وابسته، در مقادیر زیاد در محیط کشت به صورت آزاد یافت می شوند. احتمال دارد که ساختار تب‌زای Mmm از لیپوگلیکان تشکیل یافته باشد.

تحقیقات نشان می‌دهد که از این ساختار کپسول در تهیه واکسن موثر بر علیه MmmSC در موش استفاده می‌شود. این واکسن‌ها دارای کووالانت و ترکیبات پلی‌ساکاریدی کپسول هستند که به صورت کونژوگه و غیر کونژوگه به کار رفته‌اند (۷۲).

هنگام رشد در محیط براث، این رشته‌ها به صورت ماکروسکوپی قابل دیدن است و ممکن است نقشی در اتصال مایکوپلاسما داشته باشد.

در مطالعاتی که بر روی مکانیسمهای متابولیسم داخلی سلول MmmSC انجام شده است ،سیگنال‌های القا شده در مسیر تشخیص به وسیله رسپتورها مورد بررسی قرار گرفته اند. نتایج نشان می‌دهند که بر خلاف سایر ارگانیسم‌ها، سیستم SRP RNA و دامنه M از F^ft برای القا فعالیت GTPase در MmmSC ضروری نمی‌باشد (۷۱).

۲-۷-ساختمان مایکوپلاسما کاپری‌کولوم

ژنوم مایکوپلاسما کاپری‌کولوم حلقوی است که اندازه‌ای در حدود kb۵/١١۵۵ دارد. ٢۵% محتوای ژنتیکی آن، از بازهای G+C تشکیل شده است که در مقایسه با سایر میکروارگانیسم‌ها، بسیار اندک است. این میکروارگانیسم تنها دارای یک کروموزوم است. با وجود آن که حضور پلاسمید در سایر گونه‌های مایکوپلاسما غیر معمول است، در این میکروارگانیسم پلاسمیدی به ابعاد kb٨/١-١/١ وجود دارد. به نظر میرسد نقش این DNA خارج کروموزومی، ایجاد مقاومت به آنتی‌بیوتیک‌ها است. چرا که در گله‌هایی که تحت درمان با آنتی‌بیوتیک‌ها بوده‌اند، این پلاسمیدغالبا یافت شده است (۳۲).

تحقیقات نشان می‌دهد که پلاسمید تکثیر کننده Oric C در کاپری‌کولوم، حامل ژن dnaA و DnaA-box چسبیده به آن است و قابلیت آن را دارد که در ناقلین کلون کننده، تکثیر شود. ژن dnaA دارای مناطقی از توالی‌های تکراری در باکتری‌های G⁺ با مقادیر پایین G+C است. این ژن به همراه دو ژن rpmH و dnaN در این میکروارگانیسم،از ساختمان بسیارحفاظت شده‌ای برخوردار است. حضور نامعمول تعداد زیادی اسیدآمینه (aa) جایگزین در DnaA کاپری‌کولوم، قابل توجه است. نواحی بالایی ژن dnaA، غیر قابل ترجمه است و ساختاری حفاظت شده شبیه سایر باکتری‌های G⁺ و G^– دارد.  یک منطقه غیر قابل ترجمه دیگر در پایین ژن dnaA دیده می‌شود که تنها در باکتری‌هایG⁺ وجود دارد و نشان می‌دهد که این باکتری، از اجداد باکتری‌هایG⁺ مشتق شده است. این منطقه غنی از آدنوزین و تیمین بوده و حاوی ١٠ توالی شبیه DnaA-box است. این ناحیه در ساختار TTATCCACA مشترک است و تنها تفاوت آنها در یک یا دو نوکلوتید می باشد.

ساختمان سلولی مایکوپلاسما کاپری‌کولوم فاقد دیواره بوده و تنها یک غشا دو لایه‌ای دارد که از کلسترول‌های غیر استریفیه در غشا خارجی تشکیل شده است. در این میکروارگانیسم، فلاژلا یا پیلی وجود ندارد و برای رشد احتیاجی به منبع خارجی کلسترول دارد. با این وجود، اسیدهای چرب جذب شده به مصرف متابولیسم و تولید انرژی نمی‌رسند، بلکه تنها در سنتز غشا فسفولیپیدی به کار می‌روند. در ابتدا کلسترول جذب شده در تشکیل ساختارغشا خارجی شرکت می‌کند و سپس غشا داخلی را می‌سازد. تحقیقات نشان می‌دهد که به کار رفتن اسیدهای چرب در ساختمان غشا تحت تاثیر غلظت گلوکز و گلیسرول، دما و pH خارجی است. زمانی که کاپری‌کولوم در محیط‌هایی با غلظت‌های متفاوت استرول، قرار می‌گیرد، سرعت رشد آن تغییر می‌کند و ممکن است ترکیبات لیپیدی غشا به ۶٠% فسفاتیدیل گلیسرول و ٣۵% کاردیولیپن برسد (۷۴).

ساختمان tRNA این میکروارگانیسم به گونه‌ای تکامل یافته است که قادر به سنتز پروتئین از اسیدهای آمینه آلی می‌باشد. تحقیقی که از آن به عنوان Amber supression نام برده می‌شود، مشخص نموده است که ساختار تکاملی ژن tRNA در Mcc، از نیاکان Bacillus subtilis مشتق شده است و مجموعاً ۳۰‌ژن کد کننده ٢٩ tRNA در این گونه وجود دارد. این میزان ژن، جزوحداقل سیستم‌های ژنتیکی  شناخته شده در پرو‌کاریوت‌ها به جز میتوکندری‌ها است. با این وجود، افزوده شدن و حذف تعدادی از توالی‌های تکراری موجب شده است که تمامی کدون‌ها به تعداد محدودی از tRNA ترجمه شوند. اختصاصی بودن این ساختار در کل مایکوپلاسما، می‌تواند اساس شناخت این میکروارگانیسم قرار بگیرد (۴۲).

کپسول پلی‌ساکاریدی گالاکتان ،به عنوان القا کننده توکسین احتمالی این میکروارگانیسم محسوب می‌شود. به هر حال واکنش دستگاه ایمنی در مواجهه با ساختار لیپوپروتئینی غشای‌ این کپسول منجر به افزایش ۶IL، NFα، واکسیدنیتریک در ماکروفاژها می‌شود که این ترکیبات به همراه اکسیژن‌ رادیکالهای آزاد، ترکیب بسیار سمی پراکسی‌نیتریت تولید می‌کنند. این ترکیب و آنزیم‌های هیدرولیتیک که به وسیله این میکروارگانیسم تولید می‌شوند، عامل اصلی نکروز و زخم‌های هپاتیزه شده ریه در عفونت پلوروپنومونی عنوان می‌شوند (۷۴).

تحقیقات دیگری نشان داده است که ترکیبات غیر لیپوساکاریدی در غشا، فعال کننده بیگانه‌خواری ماکروفاژها هستند که این ترکیبات می‌توانند در درمان دارویی سرطان به کار روند (۷۲).

۸-بیولوژی ملکولی

از اشکالات مطالعه ژنوم مایکوپلاسما، بیان محدود ژن‌های کلون شده مایکوپلاسما در باکتری میزبان است. چون در مایکوپلاسما،رمز UGA به عنوان یک کدون تریپتوفان ترجمه می‌شود، در حالیکه در سایرین به عنوان کد خاتمه دهنده شناخته می‌شود. از این رو، سنتز پروتئین در هنگام مواجهه با این کدون ناقص می‌شود. ظرفیت محدود مایکوپلاسما برای سنتز نوکلئوتیدها با توانایی آن در استفاده از اسیدهای نوکلئیک در محیط کشت، جبران می‌شود و می‌تواند در تنظیمات داخل سلولی و تبدیل اسیدآمینه پورین به پیرمیدین شرکت کند (۴۴).

نسخه‌برداری از DNA، مکانیسم‌های تعمیر، ساز و کارهای محدودسازی و تعدیل کردن، وجود جایگاه اضافه کردن جهت کاربرد در ترانسپوزون و تغییر شکل وابسته به پلاسمید، همگی اشاره به ژنوم تکامل یافته مایکوپلاسما دارد. به هر حال، تفاوت‌های اساسی در محتوای ژنتیکی بازهای نوکلئوتیدی G+C، کاربرد کدون‌ها، و ساختار و عملکرد آنزیم‌های تصحیح کننده توالی‌ها با سایر باکتری‌ها دیده می‌شود (۵۰).

به خصوص، آنالیز DNA پلی‌مراز مایکوپلاسما حاکی از عدم فعالیت اگزونوکلئاز ۳′-۵′ در میکروارگانیسم را دارد. این آنزیم در سایر باکتری‌ها عملکرد تصحیح خواندن را به عهده دارد. در نتیجه، ممکن است توالی‌ رشته‌های DNA در مایکوپلاسمامکمل صحیحی نباشد (۷۱).

این امر باعث می‌شود که موتاسیون در ژنوم با سرعت بالا اتفاق بیافتد. موتاسیون فراوان در دامنه وسیعی درهمه اعضا کلاستر مایکوئیدس دیده می‌شود. به علت  نقص  درتکنیک‌های پیچیده ملکولی، بسیاری از تلاش‌ها برای اندازه‌گیری دقیق ژنوم سویه‌های MmmSC موفق نبوده است (۶۸).

از این رو سایز ژنوم سویه PG1،  kbP760، kbP 810 یادرحدود  kbP 923 تخمین زده می‌شود. به هر حال، با استفاده از روش‌های پیشرفته (PFGE)، میزان ژنوم این سویه در حدود kbP 1280 محاسبه شده است. مقایسه نقشه ژنومی ۴ سویه MmmSC ،تفاوت‌های اندکی را در اندازه و فواصل بین جایگاه‌های اثر آنزیمهای محدود کننده نشان می‌دهد. تمامی جایگاه‌های محدود شده،  به طرز محسوسی حفاظت شده هستند. تحقیقات نشان می دهد که DNA مایکوپلاسما MmmLC (سویه Y) نسبت به هضم آنزیم MboI مقاوم است. این آنزیم در محل اثر خود(GATC) ، به وسیله متیلاسیون آدنین غیر فعال می‌شود. اما آنزیم DPnI می‌تواند درهمان جایگاه اثر کند که برای فعالیت خود، احتیاج به متیلاسیون آدنین دارد (۷۴).

سایر اعضا کلاستر مایکوئیدس مورد بررسی قرار گرفته اندو مشخص شده که تمامی سویه‌های MmmSC و bsg7، و برخی سویه‌های Mmc و Mcc فاقد متیلاسیون آدنین در این جایگاه هستند، در حالی که تمامی سویه‌های MmmLC و Mccp در محل شکافت GATC، متیله شده‌اند.در تحقیقات ، از این خاصیت  برای شناسایی اعضا کلاستر استفاده می‌شود (۷۱).

مطالعات هیبریداسیون ساترن بلات نشان داده است که پروب ژن CAP21، با استفاده از هضم آنزیم‌های محدودالاثر بر روی گونه Mmc، تفاوت‌های آشکاری  را بین تیپ‌های SC و LC مشخص می‌کند. اگر چه باهمین روش بین دو گونه LC و Mmc شباهتهای بسیاری هویدا میشود که امروزه جزو یک گونه طبقه‌بندی میگردند (۴۷) .

مقایسه‌ای بین توالی نوکلئوتیدهای اعضا کلاستر مایکوئیدس ثابت کرده است که  گونهbsg7 شباهت کمتری به اعضا این کلاستر دارد واز نظر فیلوژنی، نزدیک‌ترین گونه به آن MmmSC می‌باشد (۴۷).

هم‌چنین این مطالعات نشان داد که سویه‌های آفریقایی با اروپایی منشا کاملاً متفاوتی دارند و هتروژنوسیتی میان سویه‌های آ‏فریقایی بیشتر از سویه‌های اروپایی است (۶۸).

علاوه بر این، در جدایه‌های MmmLC، که قبلاً تصور میشد هموژن هستند، هتروژنوسیتی فراوان ناشی از پلی‌مورفیسم به چشم می‌خورد (۷۰).

 پروب CAP21 قادر به تفکیک گونه Mcc از Mccp نمی‌باشد و تفکیک این دو گونه تنها با استفاده از پروب  ۱۶S-rRNA که در مطالعات بعدی مطرح شده است، امکان‌پذیر است (۷۳).

ژنوم مایکوپلاسما که از نظر محتوای ژنتیکی G+C پایین است، از نظر غلظت بازهای آدنین و تیمین در سومین جایگاه کدون‌ها غنی می‌باشد (۵۰). در MmmSC، ۴/٩١% مول از نوکلئوتیدها، از بازهای A+T تشکیل یافته‌اند،و تنها ۱۰کدون CGG یافت می‌شود. این یافته با این فرضیه که MmmSC تنها دارای یک tRNA منفرد جهت کد کردن کدون CGN است (که به جای N می‌تواند A، C، G یا T باشد)، همخوانی دارد. در حالی که سایر مولیکیوتهای تعیین توالی شده دارای ٢ tRNA برای این منظور هستند که این امر میتواند در شناسایی این گونه ابزار موثری باشد (۴۲).

مطالعات نشان داده است که ترجمه ژن‌های سنتز شده در کاپری‌کولوم که تا ٩٩% شباهت ژنتیکی بین ژن۱۶S-rRNA  دو گونه وجود دارد، با رسیدن به کدون CGG خاتمه پیدا می‌کند و این کدون در کاپری‌کولوم ترجمه نمی‌شود.

حضور ژن منفرد tRNA (NCG) و مشاهده اتفاقی کدون CGG در ژنوم MmmSC، به این نکته اشاره دارد که این کدون نیز مانند کاپری کولوم، یک کدون خاتمه دهنده تلقی می‌شود (۴۲).

کدون UGA در اکثر مولیکیوتها به عنوان تریپتوفان ترجمه می‌شود، اما این کدون در MmmSC ٢۴مرتبه تکرار شده است که مشابه کدون UGG است. تنهاتوضیحی که در این رابطه می‌توان ابراز کرد این است که مقادیر فراوان کدون UGA موجب فشار انتخابی منفی و کاهش محتوای ژنتیکی C+C می گردند (۷۱).

۹- توالی‌های تکراری

---

 

120,000 ریال – خرید نهایی کردن خرید مورد به سبد خرید اضافه شد

تمام مقالات و پایان نامه و پروژه ها به صورت فایل دنلودی می باشند و شما به محض پرداخت آنلاین مبلغ همان لحظه قادر به دریافت فایل خواهید بود. این عملیات کاملاً خودکار بوده و توسط سیستم انجام می پذیرد.

 جهت پرداخت مبلغ شما به درگاه پرداخت یکی از بانک ها منتقل خواهید شد، برای پرداخت آنلاین از درگاه بانک این بانک ها، حتماً نیاز نیست که شما شماره کارت همان بانک را داشته باشید و بلکه شما میتوانید از طریق همه کارت های عضو شبکه بانکی، مبلغ  را پرداخت نمایید.